Descifrado de la salud de las semillas de los cereales alimentarios comunes (trigo, arroz) del noreste de UP y Gurgaon Haryana, India

Scientific Reports volumen 13, Número de artículo: 8480 (2023) Citar este artículo

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Las muestras aleatorias almacenadas de semillas alimenticias de trigo y arroz (60 muestras) se compraron en lugares del este de UP y el distrito de Gurgaon Haryana. Se estimó su contenido de humedad. Las investigaciones micológicas de las semillas de trigo revelaron la presencia de un número total de 16 especies de hongos, a saber, Alternaria alternata, Aspergillus candidus, Aspergillus flavus, A. niger, A. ochraceous, A. phoenicis, A. tamari, A. terreus, A. sydowi, Fusarium moniliforme, F. oxysporum F. solani, P. glabrum, Rhizopus nigricans, Trichoderma viride y Trichothecium roseum. Mientras que el análisis micológico de las semillas de arroz mostró la presencia de 15 especies de hongos, a saber, Alternaria padwickii, A. oryzae, Curvularia lunata, Fusarium moniliforme, Aspergillus clavatus, A. flavus, A. niger, Cladosporium sp., Nigrospora oryzae, Alternaria tenuissima, Chaetomium globosum, F. solani, Microascus cirrosus, Helminthosporium oryzae, Pyricularia grisea. También proyectó la variación en la presencia de especies fúngicas en el método de análisis con papel secante y placa de agar. En el método de análisis de papel secante de trigo mostró 16 especies de hongos, mientras que la placa de agar representó 13 especies de hongos. En el método de placa de agar de arroz, se muestra la presencia de 15 especies de hongos, mientras que el método de papel secante muestra la presencia de 12 especies de hongos. El análisis de insectos reveló que las muestras de trigo estaban infectadas con Tribolium castaneum. Mientras que la muestra de semillas de arroz mostró presencia del insecto Sitophilus oryzae. Las investigaciones revelaron que Aspergillus flavus, A. niger, Sitophilus oryzae y Tribolium castaneum causaron una reducción en la pérdida de peso de las semillas, la germinación de las semillas y el contenido de carbohidratos y proteínas de los cereales alimentarios comunes (trigo, arroz). También reveló que el aislado 1 de trigo de A. flavus seleccionado al azar mostró un mayor potencial de producción de aflatoxina B1 (1392,940 μg/l), mientras que el aislado 2 de arroz mostró una producción de 1231,117 μg/l.

Las pérdidas de semillas/granos alimentarios y otros productos agrícolas almacenados debido al ataque de plagas no son un fenómeno nuevo. Los granjeros los han observado desde que se convirtieron en recolectores de alimentos de cazadores de alimentos. Por lo tanto, se debe dar prioridad a los estudios posteriores a la cosecha, particularmente en climas tropicales húmedos. En estas regiones, al menos la mitad del suministro de alimentos se pierde entre la cosecha y el consumo. El deterioro de los productos alimenticios almacenados se produce debido a las agencias triples a saber. hongos, insectos y roedores. La infestación de insectos ocurre en granos almacenados y productos de granos en un grado variable dependiendo de las condiciones de almacenamiento en los países en desarrollo1. Esto se debe a la falta de instalaciones de almacenamiento apropiadas y al saqueo de granos2.

A nivel mundial, las pérdidas poscosecha representan el 24% del total de alimentos producidos. Varía desde alrededor del 9% en los países desarrollados hasta el 20% o más en los países en desarrollo3. Según Wijayaratne et al.4, las pérdidas poscosecha directas e indirectas en regiones húmedas llegan hasta el 50%. Las pérdidas ocurridas debido a la infestación de insectos en el almacenamiento son el problema más grave en el almacenamiento de granos, particularmente en pueblos y ciudades de países tropicales y subtropicales, debido a las condiciones de humedad, saneamiento deficiente e instalaciones de almacenamiento inadecuadas5.

A veces, los mohos crecen en los cereales infestados de insectos y estos mohos producen una sustancia química llamada aflatoxina que, según se informa, está asociada con el cáncer de palanca del ser humano6.

La producción total de cereales alimentarios se estimó en 314,51 millones de toneladas7. El arroz es el alimento básico de unos 800 millones de personas en la India. Desempeña un papel importante en la dieta, la economía, el empleo, la cultura y la historia. Es el alimento básico para más del 65 % de la población india y contribuye aproximadamente con el 40 % de la producción total de cereales alimentarios. India cultiva arroz en 43 Mha con una producción de 112 millones de toneladas (Mt) de arroz blanqueado y una productividad promedio de 2,6 t −1 ha8.

Las semillas alimenticias (trigo, arroz) se almacenan durante períodos de tiempo variables para diversos fines. Se estima que aproximadamente entre el 10 y el 20 % de las semillas almacenadas se deterioran a causa de los hongos. Varios hongos se han asociado con semillas, a saber, semillas de trigo9,10, semillas de arroz11,12. El almacenamiento no científico de semillas de trigo y arroz en áreas rurales del este de UP, a saber, Basti, Deoria, Gorakhpur, Maharajganj y Siddhartha Nagar y el distrito de Gurgaon Haryana, a saber, Farrukhnagar, Manesar, Pataudi, Sohna, Bilaspur, conduce a un fuerte deterioro por hongos. e insectos Sin embargo, hasta el momento no se han realizado estudios detallados sobre dicho deterioro de las semillas almacenadas.

Teniendo en cuenta lo anterior, en la presente investigación se realizó un estudio extenso de semillas almacenadas de trigo y arroz en busca de hongos e insectos con el fin de averiguar su papel en el deterioro de las semillas alimenticias. También se investigó la producción de aflatoxina B1 del aislado de Aspergillus flavus.

Las muestras almacenadas aleatoriamente de semillas alimenticias (trigo, arroz) [de 3 a 8 meses] se compraron en lugares del este de UP, a saber, Basti, Deoria, Gorakhpur, Maharajganj y Siddhartha Nagar y el distrito de Gurgaon Haryana, a saber, Farrukhnagar, Manesar, Pataudi, Sohna, Bilaspur. De estos 10 lugares seleccionados de cada lugar, se compraron seis muestras de semillas alimenticias (500 g) y se guardaron por separado en bolsas de polietileno preesterilizadas después de etiquetar el nombre del distrito, tahsil y lugar. Por lo tanto, todas las 60 muestras aleatorias de semillas compradas se llevaron al laboratorio para su análisis.

El contenido de humedad tiene un papel en la micoflora de la semilla. Por lo tanto, se estimó el contenido de humedad en 60 muestras de semillas alimenticias (trigo, arroz) recolectadas al azar. Se registró aleatoriamente el peso de 100 semillas (trigo, arroz) mediante una balanza electrónica. El contenido de humedad de la semilla se estimó siguiendo el método de secado en estufa utilizando tres repeticiones de 20 g cada una (ISTA)13,14. Después de estimar el contenido de humedad inicial de las semillas, se guardaron alrededor de 200 g de semillas de cada muestra en bolsas de tela de muselina, para permitir el libre flujo de aire, y se colocaron en un cuarto de secado de semillas manteniendo una temperatura constante de 15 °C y 15 % de HR. Se tomaron muestras de semillas con un intervalo de siete días para estimar el contenido de humedad. Se estimó el porcentaje de contenido de humedad.

El análisis micofloral de las 60 muestras de semillas alimenticias (trigo, arroz) recolectadas al azar se realizó siguiendo las técnicas (i) Técnica de placa de agar15 (ii) Técnica de papel secante estándar16. (i) En la técnica de placa de agar, se utilizó medio de agar Dox de Czapek con las siguientes composiciones durante todo el experimento: ingredientes g/litro (sacarosa 30,00; nitrato de sodio 2,00; fosfato dipotásico 1,00; sulfato de magnesio 0,50; cloruro de potasio 0,50; sulfato ferroso 0,01; agar 15,00; pH final (a 25 °C) 7,3 ± 0,2. El medio se esterilizó en un autoclave a una presión de 20 lb/pulgada cuadrada durante 30 min. Después de enfriar el medio a unos 40 °C, se mezclaron completamente 10 mg de estreptopenicilina en para evitar contaminaciones bacterianas 17. Se vertieron asépticamente 10 ml de medio en cada una de las placas petri preesterilizadas (80 mm de diámetro) por separado y se dejaron solidificar. El material de vidrio utilizado se preesterilizó en un horno a 180 °C durante la noche. (ii) En la técnica estándar de papel secante, se esterilizaron tres trozos de papel secante sumergiéndolos en alcohol etílico, se dejaron secar y se colocaron dentro de una placa de Petri previamente esterilizada (80 mm de diámetro).

Se mantuvieron 5 semillas de cada muestra de semillas alimenticias (trigo, arroz) equidistantes en cada una de las placas de Petri preesterilizadas que contenían papel secante humedecido y medio de agar solidificado por separado. Se prepararon 10 de dichas placas de ensayo que comprendían 50 semillas de cada muestra. Las placas de Petri se incubaron a 28 ± 2 °C durante 7 días. Los hongos que aparecían en las semillas se aislaron, purificaron y sus cultivos de esporas individuales se mantuvieron en medio de agar Dox de Czapek en una incubadora BOD a 10 ± 1 °C.

Todas las muestras de semillas alimenticias (trigo, arroz) se esterilizaron superficialmente sumergiéndolas en una solución de hipoclorito de sodio al 0,1%. Luego, las semillas se lavaron a fondo con agua destilada esterilizada para eliminar los restos de desinfectante. Las semillas se colocaron en papel secante humedecido y se solidificó en medio de agar Dox de Czapek. Las placas de Petri se incubaron a 28 ± 2 °C. Los hongos que aparecieron en las semillas se aislaron al séptimo día.

Los hongos se identificaron comparando sus características morfológicas y culturales con cultivos auténticos mantenidos en el Laboratorio de Micología, Departamento de Botánica, Universidad de Gorakhpur y el Instituto de Biotecnología Amity, Universidad Amity Haryana, así como con la ayuda de la literatura disponible18,19,20,21 .

El porcentaje de frecuencia de semillas no esterilizadas y esterilizadas se calculó utilizando las siguientes fórmulas: Frecuencia (%) = N.º de placas en las que se produjeron especies de hongos individuales × 100/n.º total. de placas estudiadas.

Muestras aleatorias almacenadas (60) de semillas de alimentos (trigo, arroz) [de 3 a 8 meses de edad] recolectadas en lugares del este de UP, a saber, Basti, Deoria, Gorakhpur, Maharajganj y Siddhartha Nagar y el distrito de Gurgaon Haryana, a saber, Farrukhnagar, Manesar , Pataudi, Sohna, Bilaspur también fueron observados por su infestación de insectos. Las observaciones de la presencia de insectos en muestras de granos alimenticios almacenados se registraron como presencia (+)/ausencia (-) del insecto en la Tabla 4.

Se tomaron semillas de trigo y arroz esterilizadas recién cosechadas en bolsas de polietileno preesterilizadas (50 g/bolsa) y se inocularon por separado mediante un disco (5 mm de diámetro) de diferentes especies fúngicas. Para cada especie de hongo se realizaron 5 conjuntos de control y 5 de tratamiento y se almacenaron durante 20 días en condiciones de laboratorio (28 ± 2 °C). Se observó la pérdida de peso, porcentaje de germinación, contenido de carbohidratos y proteínas de los conjuntos tratados y de control. Para la germinación, las semillas se colocaron en papel de filtro humedecido y la germinación se registró a diferentes intervalos para los conjuntos tratados y de control.

El porcentaje de germinación se calculó mediante la siguiente fórmula:

Los insectos vivos, a saber, Tribolium castaneum, Sitophilus oryzae, se recolectaron en un tubo de vidrio pequeño (1 'x 4') y se taponaron con algodón por separado. Se colocaron 50 g de semillas sanas esterilizadas superficialmente de granos (trigo, arroz) en frascos esterilizados (en 5 réplicas) con tapas de estaño por separado para cada producto. Se introdujeron 2 pares de insectos (2 machos y 2 hembras) recolectados en tubos de vidrio en cada uno. un tarro que tiene una semilla como trigo, arroz separadamente. Se colocó una tira de papel duro blanco esterilizado en un frasco para cada movimiento de insectos por separado. Se hizo un pequeño orificio del tamaño de un alfiler en cada una de las tapas de estaño del frasco de vidrio para el intercambio gaseoso. Los frascos se colocaron en oscuridad a temperatura ambiente (28 ± 2 °C). La observación en el testigo y tratamientos se realizó a los 2 meses en cuanto a pérdida de peso, porcentaje de germinación, contenido de Carbohidratos y proteína en cada semilla inoculada de producto por separado.

El deterioro causado por hongos/insectos en términos de contenido de carbohidratos en semillas de trigo y arroz se estudió siguiendo el método de Antrone22. Los Carbohidratos fueron deshidratados a través de Conc. H2SO4 para formar furfural. Furfural luego se condensa con antrona (10-Keto-9, 10 dihidro antraceno) para formar un complejo de color azul verdoso. Esto se midió a través de un calorímetro a 630 nm. La estimación del contenido proteico se realizó siguiendo a Lowry et al.23 tomando como patrón la albúmina sérica bovina. La densidad óptica de cada muestra de semilla de garbanzo se tomó a 650 nm.

Se seleccionaron aleatoriamente cuatro aislamientos de A. flavus de muestras de semillas de trigo y arroz de cada alimento por separado para determinar su potencial de producción de aflatoxina B1 mediante cromatografía en capa fina (TLC)24. Cincuenta μl de suspensión de conidios (≈106 conidios/ml) de aislamientos seleccionados de A. flavus se inocularon por separado en 49,5 ml de SMKY (sacarosa, 200 g; MgSO4.7H2O, 0,5 g; KNO3, 0,3 g; extracto de levadura, 7,0 g; agua destilada , 1000 ml) medio de caldo en un matraz Erlenmeyer de 150 ml y se mezcla adecuadamente seguido de incubación a 27 ± 2 °C durante 10 días. El contenido de cada matraz se filtró después de la incubación y el filtrado se extrajo con cloroformo (40 ml) en un embudo de decantación. El extracto de cloroformo separado se secó en un baño de agua a 60–70 °C. El residuo que quedó después de la evaporación se volvió a disolver en 1 ml de cloroformo y 50 μl se colocaron en una placa de TLC (20 x 20 cm2 de gel de sílice). La placa se reveló en un sistema solvente tolueno: alcohol isoamílico: metanol (90:32:2; v/v/v) y se observó la intensidad de AFB1 en una cabina de análisis de fluorescencia ultravioleta a una longitud de onda de excitación de 360 ​​nm25. Las manchas azules fluorescentes en la placa de TLC que contenía AFB1 se rasparon en 5 ml de metanol frío y se centrifugaron a 3000 rpm durante 5 min. Se registró la absorbancia del sobrenadante a 360 nm y se cuantificó el contenido de AFB126.

Es evidente a partir de la Tabla 1, que el peso de 100 semillas de trigo y semillas de arroz estaba en 4,60 ± 0,23, 2,68 ± 0,13 (g) respectivamente, lo que indica la diversidad de tamaño de semilla. Después de siete días de incubación, los granos mostraron un contenido de humedad de 6,71 ± 0,53 y 7,32 ± 0,43 por ciento, respectivamente.

Un número total de 16 especies de hongos, a saber, Alternaria alternata, Aspergillus candidus, Aspergillus flavus, A. niger, A. ochraceous, A. phoenicis, A. tamari, A. terreus, A. sydowi, Fusarium moniliforme, F. oxysporum F .. solani, P. glabrum, Rhizopus nigricans, Trichoderma viride y Trichothecium roseum fueron aislados por métodos de placa de agar y papel secante de 60 muestras aleatorias de lugares del este de UP, a saber, Basti, Deoria, Gorakhpur, Maharajganj y Siddhartha Nagar y Distrito de Gurgaon Haryana viz., Farrukhnagar, Manesar, Pataudi, Sohna, Bilaspur almacenó semillas de trigo (Triticum aestivum L.) (Tablas 2, 3). En el cual Aspergillus flavus, A. niger, A. ochraceus y A. terreus fueron dominantes mostrando 29.0, 27.0, 23.0, 21.0 en papel secante y 29.0, 22.0, 22.0, 20.0% en el método de estudio en placa de agar (Tabla 4). En semillas de trigo, el método de análisis Blotter mostró 16 especies de hongos, mientras que la placa de agar representó 13 especies de hongos (Tabla 4). De vez en cuando, los investigadores han aislado hongos, la diferencia puede deberse a diferentes condiciones climáticas. 25 géneros y 59 especies de hongos transmitidos por semillas de Egipto con la mayor dominancia del género Aspergillus (18 especies + 2 variedades), seguido de Penicillium (12 especies + 1 variedad, Fusarium en tercer lugar en este sentido (5 especies + 1 variedad ), seguido por Rhizopus spp., Mucor spp., Alternaria spp., y Curvularia spp.27 Un total de 28 géneros y 72 especies de hongos transmitidos por semillas, las especies más comunes a saber, A. niger, A. flavus, A. terreus, A. nidulans, A. alternata, Cladosporium herbarum y F. oxysporum28, A. tenuis29, Chaetomium globosum, Drechslera hawaiiensis, Fusarium subglutinens y Rhizoctonia solani utilizando el método del papel secante30, Fusarium spp., Bipolaris spp., Alternaria spp., Curvularia spp., Aspergillus spp., y Penicillium spp.31, A. flavus, A. niger, A. alternata y F. verticillioides32, un total de 14 géneros y 22 especies, entre las que destaca Drechslera sorokiniana con máxima media frecuencia (18,1%), otros hongos patógenos incluyen D. tetramera (15,66), D. teres (12,5), Alternaria alternata (9,75), A. tritici (4,33), A. triticola (6,41), Fusarium semitectum (10,58), Cercospora spp. (2,75) F. solani (1,08), F. oxysporum (1,66), Stemphylium solani (5,66), S. botryosum (2,55), Cladosporium herbario (3,41), Phoma spp. (6.5) y Sclerotinia sclerotiorum (3.25)33; Alternaria alternata (55,10%), Bipolaris sorokiniana (34,69%) y Cladosporium herbarum (7,19%)34, Alternaria alternata, Aspergillus flavus, A. niger, Curvularia lunata, Fusarium moniliforme, Rhizopus stolonifer, Mucor spp. y Trichoderma viride de ochenta muestras de semillas utilizando papel secante estándar y métodos de placa de agar35; Alternaria alternata (tasa de infección 6,8–19,5 %), Tilletia caries (1–2 %), Fusarium spp. (0,5–3,5 %), Cladosporium herbarum (1,5–3,5 %), Bipolaris sorokiniana (1,0–4,8 %), Mucor spp. (1,5–12 %), Penicillium spp. (0,5–1,5 %) y Aspergillus spp. (1-1,5%) en las semillas36; Aspergillus, Penicillium, Fusarium y Alternaria9 y Cuarenta y cuatro especies de hongos pertenecientes a 20 géneros, Dos patógenos prevalentes (incidencia promedio > 40%) Alternaria alternata y Cladosporium spp. Ustilago tritici estuvo presente en solo siete de las 25 gobernaciones, y menos abundante que Tilletia tritici10. Es un hecho establecido que la contaminación por hongos reduce la viabilidad y finalmente afecta la germinación de las semillas de trigo37.

Las investigaciones de hongos en 60 muestras de diferentes semillas alimenticias almacenadas de arroz (Oryza sativa L.) de lugares del este de UP a saber, Basti, Deoria, Gorakhpur, Maharajganj y Siddhartha Nagar y el distrito de Gurgaon Haryana a saber, Farrukhnagar, Manesar, Pataudi, Sohna, Bilaspur mostró la presencia de 15 especies de hongos, a saber, Alternaria padwickii, A. oryzae, Curvularia lunata, Fusarium moniliforme, Aspergillus clavatus, A. flavus, A. niger, Cladosporium sp., Nigrospora oryzae, Alternaria tenuissima, Chaetomium globosum, F solani, Microascus cirrosus, Helminthosporium oryzae, Pyricularia grisea. De estas especies de hongos, Aspergillus flavus, se encontró que A. niger era dominante sobre la base del porcentaje de frecuencia. El método de placa de agar mostró la presencia de 15 especies de hongos, mientras que el método de papel secante muestra la presencia de 12 especies de hongos. El método de la placa de agar mostró una frecuencia porcentual más alta, mientras que el método de papel secante mostró una frecuencia más baja de especies de hongos (Tabla 5). De vez en cuando, los investigadores han aislado hongos, la diferencia puede deberse a diferentes condiciones climáticas, a saber, Curvularia38; Alternaria alternata, A. tenuissima, Aspergillus niger, A. flavus, A. terreus, Chaetomium globosum y Curvularia lunata39; Drechslera oryzae, Alternaria padwickii.40; Gibberella zeae (anamorph, Fusarium graminearum) y Fusarium semitectum, con F. acuminatum, F. anguioides, F. avenaceum, F. chlamydosporum, F. equiseti y F. oxysporum41; A. padwickii, A. longissima, Curvularia oryzae, C. lunata, Drechslera oryzae, A. niger, Fusarium moniliforme, F. semitectum, F. oxysporum, F. solani y especies de Phoma, Cercospora, Chaetomium, Sclerotium, Penicillium, Myrothecium y Colletotrichum de semillas de variedades de arroz42; Bipolaris oryzae, Fusarium moniliforme, Pyricularia oryzae, Rhizoctonia solani, Sarocladium oryzae, Sclerotium oryzae, Microdochium oryzae, Curvularia lunata están asociados con la infección de semillas de arroz que causa reducción del rendimiento, deterioro de la calidad y falla en la germinación43; Totalmente 8 géneros de hongos a saber, Alternaria, Aspergillus, Bipolaris, Chaetomium, Curvularia, Fusarium, Sarocladium y Trichoderma que comprenden doce especies44; Helminthosporium oryzae45; Penicillium globosum, Rhizoctonia sp., Phoma sp. se aislaron con mayor frecuencia del método del papel secante y Curvularia lunata y Drechslera sp. de placas de agar46; Alternaria padwickii, seguida de Curvularia lunata, (5,9-14 %) Fusarium oxysporium (9,9-13,5 %) y Verticillium sp (2-9,5 %)47; seis géneros a saber. Bipolaris oryzae (2,5 a 8,53%), Alternaria padwickii (5,3 a 13,35%), Fusarium moniliforme (11,66 a 21,67%), Fusarium oxysporum (1,25 a 4,35%), Curvularia lunata (1,95 a 7,5%) y Aspergillus sp. (1,75 al 6,54%)48; Alternaria padwickii, Curvularia lunata, Fusarium moniliforme, Helminthosporium oryzae, Sarocladium oryzae, Pyricularia oryzae, Rhizopus oryzae, A. niger y Trichoderma sp.49; Penicillium sp. y Aspergillus sp.50; Aspergillus flavus, A. niger, Penicillium sp. y Fusarium sp.11; Aspergillus sp., Fusarium sp., Rhizopus sp., Gibberella sp., Tilletia sp. y Penicillium sp.12. Como se desprende de la Tabla 4, las muestras de trigo recolectadas de Basti, Deoria y Maharajganj, Farrukhnagar, Manesar, Pataudi consistieron en Tribolium castaneum. Las muestras de arroz Sohna y Bilaspur mostraron ausencia del insecto Sitophilus oryzae. Es interesante notar que la muestra de semillas alimenticias de Basti estaba gravemente infestada desde donde se registró la población máxima de insectos (Tabla 6).

De vez en cuando, investigadores anteriores han informado observaciones sobre la presencia de insectos de almacenamiento en semillas/granos comunes. Tribolium castaneum (Herbst) (Coleoptera: Tenebrionidae) es una de las principales plagas de insectos de las semillas almacenadas51,52. Tribolium castaneum (Herbst) (Coleoptera: Tenebrionidae), es la plaga de insectos de productos almacenados más importante que infesta el arroz (Oryza sativa L.)53.

Como es evidente a partir de la Tabla 7, Aspergillus flavus, A. niger, Tribolium castaneum L. desempeñaron un papel importante en la pérdida de peso y la germinación de las semillas de trigo. Las semillas de trigo inoculadas con Aspergillus flavus mostraron 42.15 ± 0.19, A. niger 39.12 ± 0.14, Tribolium castaneum L 37.13 ± 0.16% de Carbohidratos. contenido respectivamente. Las semillas inoculadas con Aspergillus flavus mostraron 6,7 ± 0,14, A. niger 5,9 ± 0,15 mientras que las semillas de trigo inoculadas con Tribolium castaneum L. mostraron un contenido de proteína de 4,7 ± 0,19% respectivamente (Tabla 7). Los resultados informaron que el filtrado de A. niger tiene un efecto adverso sobre la tasa de germinación de las semillas de trigo y el desarrollo de sus plántulas. Podría deberse a la capacidad del hongo para producir Aflatoxinas. Estos hallazgos son consistentes con hallazgos previos. Ijaz et al.54 informaron que A. niger es el hongo de almacenamiento más dañino entre los patógenos fúngicos, lo que conduce a una menor calidad y germinación de las semillas. Los filtrados de cultivo de Aspergillus sp. han informado que causan una reducción en la germinación de semillas y elongación de raíces y brotes55. La tasa de germinación de granos de trigo regados con el filtrado de A. niger y Rhizopus sp. fue del 20% y 80% respectivamente, en comparación con el 100% de los granos testigo, que fueron regados con agua. Los filtrados de cultivo tanto de A. niger como de Rhizopus sp. afectan no solo el porcentaje de germinación de granos sino también la morfología de las plántulas de trigo56.

Como es evidente en la Tabla 8, Aspergillus flavus, A. niger, Sitophilus oryzae L. desempeñaron un papel importante en la pérdida de peso de las semillas de arroz y en la germinación de las semillas. Las semillas de arroz inoculadas con Aspergillus flavus mostraron 41,17 ± 0,11, A. niger 37,11 ± 0,12, Sitophilus oryzae 33,13 ± 0,13% de carbohidratos. contenido respectivamente. Las semillas de arroz inoculadas con Aspergillus flavus mostraron 4,7 ± 0,11, A. niger 4,1 ± 0,10 mientras que las semillas de arroz inoculadas con Sitophilus oryzae L. mostraron un contenido de proteína de 4,9 ± 0,10% respectivamente (Tabla 8). Es evidente a partir de las investigaciones que Aspergillus flavus, A. niger eran hongos dominantes que causaban daño a las semillas de trigo y arroz (Fig. 1). Un estudio informó que había una alta correlación negativa significativa entre la infestación de semillas por microflora y la germinación de semillas57. Jalander y Gachande55 mediante un estudio sobre el efecto de diferentes especies fúngicas de hongos transmitidos por semillas de Aspergillus sobre la germinación y el crecimiento de plántulas de frijol y cereales informaron que A. niger provocó una reducción en el porcentaje de germinación, el crecimiento de la plúmula y la radícula. Como impacto negativo, los hongos A. niger afectan todas las características de germinación de las semillas de arroz más que todos los demás hongos. De acuerdo con los resultados del presente estudio, Islam et al.58 afirmaron que existe una correlación negativa y significativa [R = −97%] entre la tasa de contaminación fúngica y el porcentaje de germinación en diferentes cultivares de arroz. Entre los factores estudiados, A. niger tuvo un alto impacto negativo en comparación con otros factores en todas las características de germinación de las semillas de arroz59.

Una mirada a los hongos dominantes que aparecen en las semillas de trigo y arroz.

Como es evidente en la Tabla 9, el aislado 1 de trigo de A. flavus seleccionado al azar mostró un mayor potencial de producción de aflatoxina B1 (1392,940 μg/l) mientras que el aislado 2 de arroz mostró una producción de 1231,117 μg/l. Mientras que para ambos algunos aislamientos resultaron no toxigénicos. Otros aislamientos de A. flavus aislados de trigo y arroz mostraron un nivel más bajo de producción de aflatoxinas.

Las aflatoxinas (AF) son un grupo de micotoxinas producidas como metabolitos secundarios por el deterioro de los hongos Aspergillus, particularmente Aspergillus flavus y Aspergillus parasiticus60. Los miembros más importantes son la aflatoxina B1 (AFB1), la aflatoxina B2 (AFB2), la aflatoxina G1 (AFG1) y la aflatoxina G2 (AFG2). Son compuestos altamente tóxicos y cancerígenos que causan enfermedades en el ganado y los humanos61. En los últimos años, numerosos estudios han revelado altos niveles de aflatoxinas y contaminación por hongos en el arroz en muchos países62. La concentración máxima de AFB1 de 606 microg kg(−1) se observó en una muestra de trigo del estado de Uttar Pradesh63. La contaminación por AFB1 en el arroz osciló entre 0,014 y 0,123 µg/kg64. De 1200 muestras de arroz, el 67,8 % mostró AFB1 en un rango de 0,1 a 308,0 microg/kg. Todas las muestras de arroz de Chattishgarh, Meghalaya y Tamil Nadu mostraron contaminación AFB1. Los granos de arroz molido de diferentes estados mostraron niveles inferiores a los permitidos de AFB1 (promedio de 0,5–3,5 micro g/kg)65.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente a pedido razonable.

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Vashist N. Pandey

Dirección actual: Experimental Botany and Nutraceutical Lab, Department of Botany, DDU Gorakhpur University, Gorakhpur, 273009, Uttar Pradesh, India

Departamento de Botánica, Guru Ghasidas Vishwavidyalaya (Universidad Central A), Bilaspur, 495009, Chhattisgarh, India

narendra kumar

Instituto Amity de Biotecnología, Universidad Amity Haryana, Manesar, Gurgaon, 122413, Haryana, India

SM Pablo Khurana

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NK-realizó datos compilados del experimentoS.MPK-guiado para experimentoV.NP-guiado para experimento.

Correspondencia a Narendra Kumar.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Kumar, N., Khurana, SMP y Pandey, VN Descifrado de la salud de las semillas de los cereales alimentarios comunes (trigo, arroz) del noreste de UP y Gurgaon Haryana, India. Informe científico 13, 8480 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-34510-3

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Recibido: 26 julio 2022

Aceptado: 03 mayo 2023

Publicado: 25 mayo 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-34510-3

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